Exames e Protocolos em Equinos

Criptorquidismo Equino

A análise do hormônio Anti-Mülleriano é considerada um ótimo parâmetro para realizar o diagnóstico laboratorial do criptorquidismo em equinos. Infelizmente ainda não é possível a realização deste exame no Brasil, com isso continuamos a utilizar o teste clássico de estimulação com hCG.

Protocolo

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante). O exame a ser realizado será a Testosterona.
2. Administrar de 6.000 a 10.000 UI de hCG, via IM ou IV.
3. Coletar segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) 1 hora após a administração do hCG. O exame a ser realizado será a Testosterona.
4. Coletar terceira amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) 2 horas após a administração do hCG. O exame a ser realizado será a Testosterona.

Separar o soro das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

• Claes et al., Theriogenology (2013)

Diagnóstico de Gestação em Éguas

A análise do nível de progesterona não é suficiente para confirmar a gestação da égua. O exame progesterona informa se a égua está produzindo este hormônio em níveis suficientes para a manutenção da gestação. B.E.T. Laboratories recomenda a realização do exame PMSG (gonadotropina de égua prenha), também conhecido como Gonadotropina Coriônica Equina, quando as éguas estiverem entre o 45º e o 90º dia de gestação. Este teste tem um índice de falso negativo de aproximadamente 5% e falso positivo de 10%. Os valores de PMSG superiores a 1 U.I. por ml são considerados positivos. Todavia, os valores normais se situam entre 10 e 100 U.I. por ml. Éguas gestantes que apresentem índices inferiores a 10 U.I. podem correr o risco de perder a gestação.

Do 110º dia até o termo, a análise de estrógenos totais é utilizada para confirmar a gestação e monitorar a viabilidade fetal. Este teste inclui sulfato de estrona e tem nível de confiabilidade de aproximadamente 99%. Os testes de estrógenos totais têm uma acuracidade maior quando realizados entre o 100º dia e 2 semanas antes do parto.

Os progestágenos se elevam e os estrógenos totais caem antes do parto. Acredita-se que rápida elevação dos progestágenos ocorre em função da secreção de corticóide pelo feto. Vale ressaltar que algumas éguas não seguem este padrão. A presença de alcalóides nas gramíneas e em outras plantas evita esta dramática elevação dos progestágenos. A correlação típica entre os progestágenos e estrógenos totais antes do parto é apresentada abaixo.

• Douglas R.H., Theriogenology (2004)

Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D. ("Cushings"))

A PPID, anteriormente conhecida como “Síndrome de Cushings Equina”, é um distúrbio endócrino degenerativo progressivo, lento, dos neurônios dopaminérgicos do hipotálamo. Acredita-se que a PPID comece devido ao estresse oxidativo, levando a perda do controle inibitório dopaminérgico e resulta em hiperplasia e formação de microadenoma ou macroadenoma na pituitária, com consequentemente produção exacerbada de certos hormônios. O processo inflamatório envolvido na PPID é complexo e importante e deve ser considerado durante toda avaliação e tratamento. Apesar de ser considerada por alguns autores como a principal doença geriátrica dos equinos, a idade não deve ser o único critério para descartar a suspeita de PPID. Observamos casos em animais jovens e de meia idade com PPID, portanto, sugerimos não utilizar exclusivamente a idade para descartar a possibilidade de o animal ter PPID.

Animais com PPID podem ou não apresentar ID, e assim apresentar sinais clínicos semelhantes aos encontrados na EMS, ou seja, o animal pode, de fato, apresentar os dois distúrbios ao mesmo tempo. Muitos sinais clínicos têm sido relacionados a PPID, mas são necessários mais estudos para esclarecer e entender melhor todo o mecanismo fisiopatológico envolvido na PPID. Do ponto de vista prático, encontramos animais com diversos sinais clínicos que podem estar associados a PPID que não necessariamente estão citados na literatura. Estas são observações empíricas que obtivemos ao longo de mais de 28 anos de experiência com animais diagnosticados com PPID. Entre os sinais encontrados em animais com PPID estão a perda de massa muscular, infecção crônicas e secundárias, baixa performance, atraso na cicatrização, sudorese, letargia, poliúria, polidpsia, alterações de pele e pelo, hipertricose, dermatite, flacidez de tendões ou ligamentos, abdômen abaulado, pseudolactação, periodontite, úlcera de córnea recorrente, cios irregulares, folículos hemorrágicos, endometrite, baixa conversão na ICSI, reabsorção embrionária, aborto, entre outros. É importante ressaltar que um animal pode testar positivo para PPID apresentando apenas um ou alguns destes sinais clínicos. A PPID se desenvolve de uma forma lenta e progressiva, por isso muitas vezes não encontramos vários sinais clínicos ao mesmo tempo. Devido a literatura sempre colocar a hipertricose como um sinal clássico da PPID, um grande erro clínico é descartarmos os animais que não possuem hipertricose como negativos para PPID, considerando que, ao longo do tempo, a grande maioria deles apresentará outros sinais clínicos antes do surgimento da hipertricose clássica, como frequentemente descrito na literatura.

Quanto ao diagnóstico laboratorial, o teste de estimulação com o hormônio liberador de tireotrofina (TRH) para a dosagem do ACTH tem sido o teste de eleição, mas, por uma questão prática e de logística, tem-se utilizado o ACTH basal para diagnóstico ao invés do teste com TRH. A avaliação do ritmo circadiano do animal tem sido utilizada há mais de 25 anos, fornecendo mais um dado para a compreensão do quebra cabeça que é a PPID. Entretanto, é importante ressaltar que existem casos de resultados falsos positivos nesse tipo de avaliação. Os valores de normalidade do ACTH variam dependendo da época do ano, e até o momento, estão estabelecidos para o hemisfério norte, e ainda estamos aguardando os padrões para o hemisfério sul. Portanto apesar de não termos os valores de normalidade do ACTH para o Brasil, alguns pesquisadores acreditam que podemos fazer uma correlação nos níveis de ACTH em animais no Brasil durante a primavera, início do verão e inverno com os valores de referência do hemisfério norte. No final do verão e outono devemos ter muita cautela nesta correlação, lembrando sempre que os sinais clínicos são soberanos. Portanto, pode-se fazer uma correlação comparando os valores de ACTH em animais no Brasil com os valores do hemisfério norte dependendo da época do ano, associando aos sinais clínicos.

Vários trabalhos têm mostrado a interferência de vários fatores nas concentrações séricas do ACTH, mas apenas 18.6% destas publicações incluíram animais com PPID. Essa observação é muito importante, já que foi mostrado que os valores de ACTH após descongelamento das amostras de plasma eram diferentes entre animais com ou sem PPID, portanto todas as observações referentes a interferência nos valores de ACTH devem ser interpretadas com muita cautela. Precisamos de mais estudos sobre os possíveis fatores que afetam os valores de ACTH realizados em animais com PPID e comparados com animais sem PPID. O estresse, a época do ano, algumas raças, doenças, exercício e transporte são fatores que se não forem levados em consideração na avaliação, podem levar a resultados falsos positivos no diagnóstico da PPID. A administração de corticosteroides e o manuseio inadequado das amostras podem levar a um resultado falso negativo. Lembrando também que no início da PPID, muitas vezes o animal pode apresentar níveis de ACTH dentro da normalidade. Para obter um diagnóstico mais preciso, seria interessante que fosse inserido na anamnese a avaliação da “probabilidade pré-teste,” a qual pode ser classificada como baixa, moderada ou alta, além da “prevalência” calculada pelo valor previsível positivo (PPV) e valor previsível negativo (NPV). Ambas podem ser utilizadas como ferramentas p/ determinarmos se o animal é ou não positivo para PPID, e se o teste positivo é realmente positivo, assim como se o resultado negativo é realmente negativo.

É muito importante enfatizar que não existe cura para a PPID, mas os animais podem ser tratados com agonistas da dopamina para proporcionar bem-estar ao animal, melhorando os sinais clínicos e consequentemente obtendo melhores resultados na performance clínica e reprodutiva.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolo (ACTH e Ritmo Circadiano) - Sugestão do B.E.T. Labs

Exames realizados

• ACTH, Cortisol (2), T4 total, Insulina e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Cortisol, T4 total, Insulina e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

Alimentação normal após a coleta da primeira amostra sanguínea.

2. Coletar a segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) 8 a 10 horas após a coleta da primeira amostra sanguínea para o exame Cortisol.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Cortisol, T4 total, Insulina e Triglicerídeos.

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostra para o exame ACTH

• A amostra para o exame ACTH deve ser enviada congelada ou refrigerada a 4ºC. A maneira de conservação da amostra durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada da amostra no laboratório:

1. Envio da amostra com gelo seco: Chegada da amostra no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio da amostra com gelo reutilizável: Chegada da amostra no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exame Triglicerídeos

• O exame Triglicerídeos é terceirizado para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• O exame Triglicerídeos também pode ser realizado no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (ACTH)

Exames realizados

• ACTH, T4 total, Insulina e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames T4 total, Insulina e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames T4 total, Insulina e Triglicerídeos.

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostra para o exame ACTH.

• A amostra para o exame ACTH deve ser enviada congelada ou refrigerada a 4ºC. A maneira de conservação da amostra durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada da amostra no laboratório:

1. Envio da amostra com gelo seco: Chegada da amostra no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio da amostra com gelo reutilizável: Chegada da amostra no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exame Triglicerídeos

• O exame Triglicerídeos é terceirizado para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• O exame Triglicerídeos também pode ser realizado no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (Dexametasona)

Não recomendamos a realização do teste com dexametasona.

Para maiores esclarecimentos, por gentileza, entre em contato conosco através do nosso WhatsApp (21) 98268-3704.

Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D.) + Síndrome Metabólica (E.M.S.)

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

A levotiroxina sódica tem sido utilizada para auxiliar na redução do peso, mas é importante destacar que durante o tratamento com levotiroxina sódica, os níveis séricos dos hormônios tireoidianos devem ser monitorados para manter os níveis fisiológicos dentro de valores aceitáveis e evitar possíveis problemas para o cavalo.

A PPID, anteriormente conhecida como “Síndrome de Cushings Equina”, é um distúrbio endócrino degenerativo progressivo, lento, dos neurônios dopaminérgicos do hipotálamo. Acredita-se que a PPID comece devido ao estresse oxidativo, levando a perda do controle inibitório dopaminérgico e resulta em hiperplasia e formação de microadenoma ou macroadenoma na pituitária, com consequentemente produção exacerbada de certos hormônios. O processo inflamatório envolvido na PPID é complexo e importante e deve ser considerado durante toda avaliação e tratamento. Apesar de ser considerada por alguns autores como a principal doença geriátrica dos equinos, a idade não deve ser o único critério para descartar a suspeita de PPID. Observamos casos em animais jovens e de meia idade com PPID, portanto, sugerimos não utilizar exclusivamente a idade para descartar a possibilidade de o animal ter PPID.

Animais com PPID podem ou não apresentar ID, e assim apresentar sinais clínicos semelhantes aos encontrados na EMS, ou seja, o animal pode, de fato, apresentar os dois distúrbios ao mesmo tempo. Muitos sinais clínicos têm sido relacionados a PPID, mas são necessários mais estudos para esclarecer e entender melhor todo o mecanismo fisiopatológico envolvido na PPID. Do ponto de vista prático, encontramos animais com diversos sinais clínicos que podem estar associados a PPID que não necessariamente estão citados na literatura. Estas são observações empíricas que obtivemos ao longo de mais de 28 anos de experiência com animais diagnosticados com PPID. Entre os sinais encontrados em animais com PPID estão a perda de massa muscular, infecção crônicas e secundárias, baixa performance, atraso na cicatrização, sudorese, letargia, poliúria, polidpsia, alterações de pele e pelo, hipertricose, dermatite, flacidez de tendões ou ligamentos, abdômen abaulado, pseudolactação, periodontite, úlcera de córnea recorrente, cios irregulares, folículos hemorrágicos, endometrite, baixa conversão na ICSI, reabsorção embrionária, aborto, entre outros. É importante ressaltar que um animal pode testar positivo para PPID apresentando apenas um ou alguns destes sinais clínicos. A PPID se desenvolve de uma forma lenta e progressiva, por isso muitas vezes não encontramos vários sinais clínicos ao mesmo tempo. Devido a literatura sempre colocar a hipertricose como um sinal clássico da PPID, um grande erro clínico é descartarmos os animais que não possuem hipertricose como negativos para PPID, considerando que, ao longo do tempo, a grande maioria deles apresentará outros sinais clínicos antes do surgimento da hipertricose clássica, como frequentemente descrito na literatura.

Quanto ao diagnóstico laboratorial, o teste de estimulação com o hormônio liberador de tireotrofina (TRH) para a dosagem do ACTH tem sido o teste de eleição, mas, por uma questão prática e de logística, tem-se utilizado o ACTH basal para diagnóstico ao invés do teste com TRH. A avaliação do ritmo circadiano do animal tem sido utilizada há mais de 25 anos, fornecendo mais um dado para a compreensão do quebra cabeça que é a PPID. Entretanto, é importante ressaltar que existem casos de resultados falsos positivos nesse tipo de avaliação. Os valores de normalidade do ACTH variam dependendo da época do ano, e até o momento, estão estabelecidos para o hemisfério norte, e ainda estamos aguardando os padrões para o hemisfério sul. Portanto apesar de não termos os valores de normalidade do ACTH para o Brasil, alguns pesquisadores acreditam que podemos fazer uma correlação nos níveis de ACTH em animais no Brasil durante a primavera, início do verão e inverno com os valores de referência do hemisfério norte. No final do verão e outono devemos ter muita cautela nesta correlação, lembrando sempre que os sinais clínicos são soberanos. Portanto, pode-se fazer uma correlação comparando os valores de ACTH em animais no Brasil com os valores do hemisfério norte dependendo da época do ano, associando aos sinais clínicos.

Vários trabalhos têm mostrado a interferência de vários fatores nas concentrações séricas do ACTH, mas apenas 18.6% destas publicações incluíram animais com PPID. Essa observação é muito importante, já que foi mostrado que os valores de ACTH após descongelamento das amostras de plasma eram diferentes entre animais com ou sem PPID, portanto todas as observações referentes a interferência nos valores de ACTH devem ser interpretadas com muita cautela. Precisamos de mais estudos sobre os possíveis fatores que afetam os valores de ACTH realizados em animais com PPID e comparados com animais sem PPID. O estresse, a época do ano, algumas raças, doenças, exercício e transporte são fatores que se não forem levados em consideração na avaliação, podem levar a resultados falsos positivos no diagnóstico da PPID. A administração de corticosteroides e o manuseio inadequado das amostras podem levar a um resultado falso negativo. Lembrando também que no início da PPID, muitas vezes o animal pode apresentar níveis de ACTH dentro da normalidade. Para obter um diagnóstico mais preciso, seria interessante que fosse inserido na anamnese a avaliação da “probabilidade pré-teste,” a qual pode ser classificada como baixa, moderada ou alta, além da “prevalência” calculada pelo valor previsível positivo (PPV) e valor previsível negativo (NPV). Ambas podem ser utilizadas como ferramentas p/ determinarmos se o animal é ou não positivo para PPID, e se o teste positivo é realmente positivo, assim como se o resultado negativo é realmente negativo.

É muito importante enfatizar que não existe cura para a PPID, mas os animais podem ser tratados com agonistas da dopamina para proporcionar bem-estar ao animal, melhorando os sinais clínicos e consequentemente obtendo melhores resultados na performance clínica e reprodutiva. Dois agonistas da dopamina podem ser utilizados no tratamento da PPID: o mesilato de pergolida ou a cabergolina. Ambas drogas têm sido utilizadas nos EUA há mais de 15 anos, com excelentes resultados. Os possíveis efeitos colaterais incluem sonolência e falta de apetite, que na maioria dos cavalos não é mais evidente depois de alguns dias após a administração. O pergolida é produzido por indústria farmacêutica regulada pelo Food and Drug Administration (FDA), órgão que regula medicamentos nos EUA. A cabergolina é manipulada em farmácia de manipulação que também deve seguir regulamentos do FDA e conselhos estaduais de farmácia. Vale lembrar que foram publicados trabalhos, incluindo um deles com apresentação no Congresso Anual da Associação Americana de Veterinários Equinos (AAEP), nos quais foram questionados a eficácia da manipulação do pergolida, no qual mostraram que este medicamento é sensível ao ar, humidade e sugerem proteção contra a luz. A formulação tem que ser refrigerada após 14 dias para manter a sua eficácia, e após 30 dias a formulação perde a sua eficácia, diferente do pergolida produzido pela indústria farmacêutica.

O tratamento com o pergolida envolve o uso de comprimido diário via oral, o qual possui meia vida de 12h. A cabergolina, que pode ser utilizada para equinos é de longa ação (LA), com uma meia vida de 97 horas, e a sua administração é a cada 14 dias via intramuscular. Vale lembrar que a cabergolina formulada para bovinos não pode ser utilizada em equinos. Existem relatos de excelentes resultados utilizando a medicina integrativa associada com o agonista da dopamina. Porém, precisamos de mais estudos nessa área que pode ser uma grande ferramenta coadjuvante no tratamento da PPID. Muitos fatores devem ser levados em consideração antes de fechar o diagnóstico da PPID, lembrando sempre que a avaliação clínica é essencial na decisão do tratamento mais adequado e que muitas vezes após começarmos o tratamento e ver os resultados fechamos o diagnóstico.

A avaliação clínica e laboratorial para a EMS e a PPID devem ser incluídas na avaliação de compra ou venda do animal, já que as consequências destes distúrbios podem levar a perdas econômicas significativas.

A PPID é um distúrbio endócrino extremamente complexo, e ainda há muito para ser compreendido sendo necessários muitos estudos para entender melhor todos os mecanismos que estão envolvidos nesta doença. Entretanto, como os sinais clínicos relacionados a PPID também podem estar relacionados a outras doenças, muitas vezes o diagnóstico definitivo só é fechado após o início do tratamento com a resposta positiva do animal ao agonista da dopamina.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine &

Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolos P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano) e E.M.S. - Sugestão do B.E.T. Labs

O intervalo entre os dois protocolos descritos abaixo deve ser de no mínimo 5 dias para evitar que o estresse dos procedimentos do primeiro protocolo altere os resultados do segundo protocolo.

1º PROTOCOLO: P.P.I.D. (Ritmo Circadiano)

Exames realizados

• Cortisol (2) e T4

Orientações

• Evitar ao máximo o estresse do animal antes e durante todo o protocolo.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Cortisol e T4

2. Coletar a segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) 8 a 10 horas após a coleta da primeira amostra sanguínea para o exame Cortisol.

 Separar o soro das amostras sanguíneas, identificar e congelar todos os frascos. Aguardar para enviar junto com as amostras do segundo protocolo.

2º PROTOCOLO (deve ser realizado no mínimo 5 dias após o 1º protocolo): P.P.I.D e E.M.S.

Exames realizados

• ACTH, Insulina (2), Glicose (2) e Triglicerídeos

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o protocolo.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

 Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para os exames Insulina e Triglicerídeos
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Observação:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Cortisol, T4 total, Insulina e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolos P.P.I.D. (ACTH) e E.M.S.

Exames realizados

• ACTH, Insulina (2), T4 total, Glicose (2) e Triglicerídeos.

Orientações

• Evitar ao máximo o estresse do animal durante todo o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22:00h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22:00h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4 total e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta  para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames T4 total, Insulina e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (Dexametasona)

Não recomendamos a realização do teste com dexametasona.

Para maiores esclarecimentos, por gentileza, entre em contato conosco através do nosso WhatsApp (21) 98268-3704.

Exames de compra e venda

Os exames hormonais são de grande importância para auxiliar na avaliação clínica antes de comprar ou vender um animal.

Os exames endocrinológicos realizados antes da compra de um animal permitem identificar algum problema metabólico que ainda não esteja sendo observado no exame clínico, e/ou comprovar uma suspeita clínica, o que pode alterar o processo de compra do animal, trazendo mais segurança e acuracidade ao laudo do médico veterinário.

A realização dos exames endocrinológicos antes da venda de um animal pode evitar futuros argumentos e questionamentos da saúde do animal, proporcionando tranquilidade e confiança na avaliação do médico veterinário.

Protocolo

Sugerimos os protocolos abaixo caso tenha disponibilidade de retornar à propriedade 7 dias após a primeira visita:

1. Machos

• Protocolo Painel de Garanhão
• Protocolo P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano)
• Protocolo E.M.S.

2. Machos Castrados

• Protocolos P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano)
• Protocolo E.M.S.

3. Fêmeas

• Protocolos P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano)
• Protocolo E.M.S.

Sugerimos os protocolos abaixo caso tenha disponibilidade de realizar apenas uma visita à propriedade:

1. Machos

• Protocolo Painel do Garanhão
• Protocolo P.P.I.D. (ACTH)
• Protocolo E.M.S.

2. Machos Castrados

• Protocolo P.P.I.D. (ACTH)
• Protocolo E.M.S.

3. Fêmeas

• Protocolo P.P.I.D. (ACTH)
• Protocolo E.M.S.

Laminite e Desregulação da Insulina nos Equinos

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Protocolo

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o protocolo.

Exames realizados

• Insulina (2), T4 total, Glicose (2) e Triglicerídeos
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para os exames Insulina e Triglicerídeos
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Insulina, T4 total e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para o exame Glicose

• As amostras para o exame de Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Painel do Garanhão

No garanhão saudável sugerimos que seja realizado um painel hormonal antes do início e outro no final de cada estação de monta.

Sugerimos também que as análises hormonais sejam incluídas no seu exame de compra e venda. Na maioria das alterações clínicas observamos mudança nos valores hormonais, como exemplo, no caso de degeneração testicular, encontramos alterações hormonais antes que sejam detectadas alterações clínicas significantes.

Nos animais em tratamento, algumas análises hormonais devem ser realizadas para avaliação do tratamento, por exemplo, testosterona e/ou estrógenos, e/ou T₄ total.

A avaliação de FSH está suspensa por tempo indeterminado.

Caso tenha dúvida, por gentileza entre em contato que teremos satisfação em ajudá-lo a escolher as melhores análises para o seu paciente.

Protocolo

Exames realizados

T4 total, Insulina, Estrógenos totais, Testosterona e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado das 22h do dia anterior até a coleta das primeiras amostras.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado das 22h do dia anterior até a coleta das primeiras amostras. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

• Coletar a amostra sanguínea na manhã seguinte em 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4 total, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos.

Separar o soro da amostra sanguínea, identificar o frasco e enviá-lo refrigerado ou congelado ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Insulina, T4 total, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Exame Triglicerídeos

• O exame Triglicerídeos é terceirizado para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• O exame Triglicerídeos também pode ser realizado no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Estes são os valores de normalidade do painel hormonal do garanhão que utilizamos em nosso laboratório:

• Estrógenos totais (> 150 pg/ml)
• FSH (0,5 – 15 ng/ml)
• Testosterona (> 800 pg/ml)
• T₄ total (> 12 ng/ml)
• Insulina (< 20 uUI/ml)

Painel do Garanhão + Síndrome Metabólica Equina (E.M.S.)

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolos Painel do Garanhão + E.M.S.

Exames realizados

• T4 total, Insulina (2), Estrógenos totais, Testosterona, Glicose (2) e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4total, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea 60 ou 90 minutos após a administração da glucose em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames T4 total, Insulina, Estrógenos totais, Testosterona e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para o exame Glicose

• As amostras para o exame Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Painel do Garanhão + Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D.)

A PPID, anteriormente conhecida como “Síndrome de Cushings Equina”, é um distúrbio endócrino degenerativo progressivo, lento, dos neurônios dopaminérgicos do hipotálamo. Acredita-se que a PPID comece devido ao estresse oxidativo, levando a perda do controle inibitório dopaminérgico e resulta em hiperplasia e formação de microadenoma ou macroadenoma na pituitária, com consequentemente produção exacerbada de certos hormônios. O processo inflamatório envolvido na PPID é complexo e importante e deve ser considerado durante toda avaliação e tratamento. Apesar de ser considerada por alguns autores como a principal doença geriátrica dos equinos, a idade não deve ser o único critério para descartar a suspeita de PPID. Observamos casos em animais jovens e de meia idade com PPID, portanto, sugerimos não utilizar exclusivamente a idade para descartar a possibilidade de o animal ter PPID.

Animais com PPID podem ou não apresentar ID, e assim apresentar sinais clínicos semelhantes aos encontrados na EMS, ou seja, o animal pode, de fato, apresentar os dois distúrbios ao mesmo tempo. Muitos sinais clínicos têm sido relacionados a PPID, mas são necessários mais estudos para esclarecer e entender melhor todo o mecanismo fisiopatológico envolvido na PPID. Do ponto de vista prático, encontramos animais com diversos sinais clínicos que podem estar associados a PPID que não necessariamente estão citados na literatura. Estas são observações empíricas que obtivemos ao longo de mais de 28 anos de experiência com animais diagnosticados com PPID. Entre os sinais encontrados em animais com PPID estão a perda de massa muscular, infecção crônicas e secundárias, baixa performance, atraso na cicatrização, sudorese, letargia, poliúria, polidpsia, alterações de pele e pelo, hipertricose, dermatite, flacidez de tendões ou ligamentos, abdômen abaulado, pseudolactação, periodontite, úlcera de córnea recorrente, cios irregulares, folículos hemorrágicos, endometrite, baixa conversão na ICSI, reabsorção embrionária, aborto, entre outros. É importante ressaltar que um animal pode testar positivo para PPID apresentando apenas um ou alguns destes sinais clínicos. A PPID se desenvolve de uma forma lenta e progressiva, por isso muitas vezes não encontramos vários sinais clínicos ao mesmo tempo. Devido a literatura sempre colocar a hipertricose como um sinal clássico da PPID, um grande erro clínico é descartarmos os animais que não possuem hipertricose como negativos para PPID, considerando que, ao longo do tempo, a grande maioria deles apresentará outros sinais clínicos antes do surgimento da hipertricose clássica, como frequentemente descrito na literatura.

Quanto ao diagnóstico laboratorial, o teste de estimulação com o hormônio liberador de tireotrofina (TRH) para a dosagem do ACTH tem sido o teste de eleição, mas, por uma questão prática e de logística, tem-se utilizado o ACTH basal para diagnóstico ao invés do teste com TRH. A avaliação do ritmo circadiano do animal tem sido utilizada há mais de 25 anos, fornecendo mais um dado para a compreensão do quebra cabeça que é a PPID. Entretanto, é importante ressaltar que existem casos de resultados falsos positivos nesse tipo de avaliação. Os valores de normalidade do ACTH variam dependendo da época do ano, e até o momento, estão estabelecidos para o hemisfério norte, e ainda estamos aguardando os padrões para o hemisfério sul. Portanto apesar de não termos os valores de normalidade do ACTH para o Brasil, alguns pesquisadores acreditam que podemos fazer uma correlação nos níveis de ACTH em animais no Brasil durante a primavera, início do verão e inverno com os valores de referência do hemisfério norte. No final do verão e outono devemos ter muita cautela nesta correlação, lembrando sempre que os sinais clínicos são soberanos. Portanto, pode-se fazer uma correlação comparando os valores de ACTH em animais no Brasil com os valores do hemisfério norte dependendo da época do ano, associando aos sinais clínicos.

Vários trabalhos têm mostrado a interferência de vários fatores nas concentrações séricas do ACTH, mas apenas 18.6% destas publicações incluíram animais com PPID. Essa observação é muito importante, já que foi mostrado que os valores de ACTH após descongelamento das amostras de plasma eram diferentes entre animais com ou sem PPID, portanto todas as observações referentes a interferência nos valores de ACTH devem ser interpretadas com muita cautela. Precisamos de mais estudos sobre os possíveis fatores que afetam os valores de ACTH realizados em animais com PPID e comparados com animais sem PPID. O estresse, a época do ano, algumas raças, doenças, exercício e transporte são fatores que se não forem levados em consideração na avaliação, podem levar a resultados falsos positivos no diagnóstico da PPID. A administração de corticosteroides e o manuseio inadequado das amostras podem levar a um resultado falso negativo. Lembrando também que no início da PPID, muitas vezes o animal pode apresentar níveis de ACTH dentro da normalidade. Para obter um diagnóstico mais preciso, seria interessante que fosse inserido na anamnese a avaliação da “probabilidade pré-teste,” a qual pode ser classificada como baixa, moderada ou alta, além da “prevalência” calculada pelo valor previsível positivo (PPV) e valor previsível negativo (NPV). Ambas podem ser utilizadas como ferramentas p/ determinarmos se o animal é ou não positivo para PPID, e se o teste positivo é realmente positivo, assim como se o resultado negativo é realmente negativo.

É muito importante enfatizar que não existe cura para a PPID, mas os animais podem ser tratados com agonistas da dopamina para proporcionar bem-estar ao animal, melhorando os sinais clínicos e consequentemente obtendo melhores resultados na performance clínica e reprodutiva.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolos Painel do Garanhão + P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano)

Exames realizados

ACTH, T4 total, Insulina, Cortisol (2), Estrógenos totais, Testosterona e Triglicerídeos

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado até a coleta da primeira amostra
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado das 22h do dia anterior até a coleta das primeiras amostras. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4total, Testosterona, Estrógenos totais, Cortisol e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

Alimentação normal após a coleta da primeira amostra sanguínea.

2. Coletar a segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) 8 a 10 horas após a coleta da primeira amostra sanguínea. O exame a ser realizado nesta amostra será o Cortisol.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Insulina, T4 total, Testosterona, Estrógenos totais, Cortisol e Triglicerídeos.

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostra para o exame ACTH

• A amostra para o exame ACTH deve ser enviada congelada ou refrigerada a 4ºC. A maneira de conservação da amostra durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada da amostra no laboratório:

1. Envio da amostra com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio da amostra com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exame Triglicerídeo

• O exame Triglicerídeos é terceirizado para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• O exame Triglicerídeos também pode ser realizado no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolos Painel do Garanhão + P.P.I.D. (ACTH)

Exames realizados

ACTH, T4 total, Insulina, Estrógenos totais, Testosterona e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado das 22h do dia anterior até a coleta das primeiras amostras.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até a coleta das primeiras amostras. Realizar jejum de concentrado das 22h do dia anterior até a coleta das primeiras amostras. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a amostra sanguínea na manhã seguinte em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4total, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Insulina, T4 total, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostra para o exame ACTH

• A amostra para o exame ACTH deve ser enviada congelada ou refrigerada a 4ºC.  A maneira de conservação da amostra durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada da amostra no laboratório:

1. Envio da amostra com gelo seco: Chegada da amostra no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio da amostra com gelo reutilizável: Chegada da amostra no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exame Triglicerídeos

• O exame Triglicerídeos é terceirizado para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• O exame Triglicerídeos também pode ser realizado no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (Dexametasona)

Não recomendamos a realização do teste com dexametasona.

Para maiores esclarecimentos, por gentileza, entre em contato conosco através do nosso WhatsApp (21) 98268-3704.

Painel do Garanhão + Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D.) + Síndrome Metabólica Equina (E.M.S.)

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

A levotiroxina sódica tem sido utilizada para auxiliar na redução do peso, mas é importante destacar que durante o tratamento com levotiroxina sódica, os níveis séricos dos hormônios tireoidianos devem ser monitorados para manter os níveis fisiológicos dentro de valores aceitáveis e evitar possíveis problemas para o cavalo.

A PPID, anteriormente conhecida como “Síndrome de Cushings Equina”, é um distúrbio endócrino degenerativo progressivo, lento, dos neurônios dopaminérgicos do hipotálamo. Acredita-se que a PPID comece devido ao estresse oxidativo, levando a perda do controle inibitório dopaminérgico e resulta em hiperplasia e formação de microadenoma ou macroadenoma na pituitária, com consequentemente produção exacerbada de certos hormônios. O processo inflamatório envolvido na PPID é complexo e importante e deve ser considerado durante toda avaliação e tratamento. Apesar de ser considerada por alguns autores como a principal doença geriátrica dos equinos, a idade não deve ser o único critério para descartar a suspeita de PPID. Observamos casos em animais jovens e de meia idade com PPID, portanto, sugerimos não utilizar exclusivamente a idade para descartar a possibilidade de o animal ter PPID.

Animais com PPID podem ou não apresentar ID, e assim apresentar sinais clínicos semelhantes aos encontrados na EMS, ou seja, o animal pode, de fato, apresentar os dois distúrbios ao mesmo tempo. Muitos sinais clínicos têm sido relacionados a PPID, mas são necessários mais estudos para esclarecer e entender melhor todo o mecanismo fisiopatológico envolvido na PPID. Do ponto de vista prático, encontramos animais com diversos sinais clínicos que podem estar associados a PPID que não necessariamente estão citados na literatura. Estas são observações empíricas que obtivemos ao longo de mais de 28 anos de experiência com animais diagnosticados com PPID. Entre os sinais encontrados em animais com PPID estão a perda de massa muscular, infecção crônicas e secundárias, baixa performance, atraso na cicatrização, sudorese, letargia, poliúria, polidpsia, alterações de pele e pelo, hipertricose, dermatite, flacidez de tendões ou ligamentos, abdômen abaulado, pseudolactação, periodontite, úlcera de córnea recorrente, cios irregulares, folículos hemorrágicos, endometrite, baixa conversão na ICSI, reabsorção embrionária, aborto, entre outros. É importante ressaltar que um animal pode testar positivo para PPID apresentando apenas um ou alguns destes sinais clínicos. A PPID se desenvolve de uma forma lenta e progressiva, por isso muitas vezes não encontramos vários sinais clínicos ao mesmo tempo. Devido a literatura sempre colocar a hipertricose como um sinal clássico da PPID, um grande erro clínico é descartarmos os animais que não possuem hipertricose como negativos para PPID, considerando que, ao longo do tempo, a grande maioria deles apresentará outros sinais clínicos antes do surgimento da hipertricose clássica, como frequentemente descrito na literatura.

Quanto ao diagnóstico laboratorial, o teste de estimulação com o hormônio liberador de tireotrofina (TRH) para a dosagem do ACTH tem sido o teste de eleição, mas, por uma questão prática e de logística, tem-se utilizado o ACTH basal para diagnóstico ao invés do teste com TRH. A avaliação do ritmo circadiano do animal tem sido utilizada há mais de 25 anos, fornecendo mais um dado para a compreensão do quebra cabeça que é a PPID. Entretanto, é importante ressaltar que existem casos de resultados falsos positivos nesse tipo de avaliação. Os valores de normalidade do ACTH variam dependendo da época do ano, e até o momento, estão estabelecidos para o hemisfério norte, e ainda estamos aguardando os padrões para o hemisfério sul. Portanto apesar de não termos os valores de normalidade do ACTH para o Brasil, alguns pesquisadores acreditam que podemos fazer uma correlação nos níveis de ACTH em animais no Brasil durante a primavera, início do verão e inverno com os valores de referência do hemisfério norte. No final do verão e outono devemos ter muita cautela nesta correlação, lembrando sempre que os sinais clínicos são soberanos. Portanto, pode-se fazer uma correlação comparando os valores de ACTH em animais no Brasil com os valores do hemisfério norte dependendo da época do ano, associando aos sinais clínicos.

Vários trabalhos têm mostrado a interferência de vários fatores nas concentrações séricas do ACTH, mas apenas 18.6% destas publicações incluíram animais com PPID. Essa observação é muito importante, já que foi mostrado que os valores de ACTH após descongelamento das amostras de plasma eram diferentes entre animais com ou sem PPID, portanto todas as observações referentes a interferência nos valores de ACTH devem ser interpretadas com muita cautela. Precisamos de mais estudos sobre os possíveis fatores que afetam os valores de ACTH realizados em animais com PPID e comparados com animais sem PPID. O estresse, a época do ano, algumas raças, doenças, exercício e transporte são fatores que se não forem levados em consideração na avaliação, podem levar a resultados falsos positivos no diagnóstico da PPID. A administração de corticosteroides e o manuseio inadequado das amostras podem levar a um resultado falso negativo. Lembrando também que no início da PPID, muitas vezes o animal pode apresentar níveis de ACTH dentro da normalidade. Para obter um diagnóstico mais preciso, seria interessante que fosse inserido na anamnese a avaliação da “probabilidade pré-teste,” a qual pode ser classificada como baixa, moderada ou alta, além da “prevalência” calculada pelo valor previsível positivo (PPV) e valor previsível negativo (NPV). Ambas podem ser utilizadas como ferramentas p/ determinarmos se o animal é ou não positivo para PPID, e se o teste positivo é realmente positivo, assim como se o resultado negativo é realmente negativo.

É muito importante enfatizar que não existe cura para a PPID, mas os animais podem ser tratados com agonistas da dopamina para proporcionar bem-estar ao animal, melhorando os sinais clínicos e consequentemente obtendo melhores resultados na performance clínica e reprodutiva. Dois agonistas da dopamina podem ser utilizados no tratamento da PPID: o mesilato de pergolida ou a cabergolina. Ambas drogas têm sido utilizadas nos EUA há mais de 15 anos, com excelentes resultados. Os possíveis efeitos colaterais incluem sonolência e falta de apetite, que na maioria dos cavalos não é mais evidente depois de alguns dias após a administração. O pergolida é produzido por indústria farmacêutica regulada pelo Food and Drug Administration (FDA), órgão que regula medicamentos nos EUA. A cabergolina é manipulada em farmácia de manipulação que também deve seguir regulamentos do FDA e conselhos estaduais de farmácia. Vale lembrar que foram publicados trabalhos, incluindo um deles com apresentação no Congresso Anual da Associação Americana de Veterinários Equinos (AAEP), nos quais foram questionados a eficácia da manipulação do pergolida, no qual mostraram que este medicamento é sensível ao ar, humidade e sugerem proteção contra a luz. A formulação tem que ser refrigerada após 14 dias para manter a sua eficácia, e após 30 dias a formulação perde a sua eficácia, diferente do pergolida produzido pela indústria farmacêutica.

O tratamento com o pergolida envolve o uso de comprimido diário via oral, o qual possui meia vida de 12h. A cabergolina, que pode ser utilizada para equinos é de longa ação (LA), com uma meia vida de 97 horas, e a sua administração é a cada 14 dias via intramuscular. Vale lembrar que a cabergolina formulada para bovinos não pode ser utilizada em equinos. Existem relatos de excelentes resultados utilizando a medicina integrativa associada com o agonista da dopamina. Porém, precisamos de mais estudos nessa área que pode ser uma grande ferramenta coadjuvante no tratamento da PPID. Muitos fatores devem ser levados em consideração antes de fechar o diagnóstico da PPID, lembrando sempre que a avaliação clínica é essencial na decisão do tratamento mais adequado e que muitas vezes após começarmos o tratamento e ver os resultados fechamos o diagnóstico.

A avaliação clínica e laboratorial para a EMS e a PPID devem ser incluídas na avaliação de compra ou venda do animal, já que as consequências destes distúrbios podem levar a perdas econômicas significativas.

A PPID é um distúrbio endócrino extremamente complexo, e ainda há muito para ser compreendido sendo necessários muitos estudos para entender melhor todos os mecanismos que estão envolvidos nesta doença. Entretanto, como os sinais clínicos relacionados a PPID também podem estar relacionados a outras doenças, muitas vezes o diagnóstico definitivo só é fechado após o início do tratamento com a resposta positiva do animal ao agonista da dopamina.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine &

Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolos Painel do Garanhão + P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano) + E.M.S.

O intervalo entre os dois protocolos descritos abaixo deve ser de no mínimo 5 dias para evitar que o estresse dos procedimentos do primeiro protocolo altere os resultados do segundo protocolo.

1º PROTOCOLO: Painel do Garanhão e P.P.I.D. (Ritmo Circadiano)

Exames realizados

• T4 total, Cortisol (2), Estrógenos totais e Testosterona

Observação:

O exame Insulina será realizado no Teste de Açúcar Oral para Síndrome Metabólica Equina.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Cortisol, T4total, Testosterona e Estrógenos totais.
2. Coletar a segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) 8 a 10 horas após a coleta da primeira amostra sanguínea. O exame a ser realizado nesta amostra será o Cortisol.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar e congelar todos os frascos para aguardar o envio com as amostras do segundo protocolo.

2º PROTOCOLO (deve ser realizado no mínimo 5 dias após o 1º protocolo): P.P.I.D. (ACTH) e E.M.S.

Exames realizados

• ACTH, Insulina (2), Glicose (2) e Triglicerídeos

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea 60 ou 90 minutos após a administração da glucose em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Cortisol, T4 total, Insulina, Estrógenos Totais, Testosterona e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolos Painel do Garanhão + P.P.I.D. (ACTH) + E.M.S.

Exames realizados

ACTH, T4 total, Insulina (2), Estrógenos totais, Testosterona, Glicose (2) e Triglicerídeos.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames T4total, Insulina, Testosterona, Estrógenos totais e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea 60 ou 90 minutos após a administração da glucose em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames T4 total, Insulina, Estrógenos Totais, Testosterona e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC.  A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (Dexametasona)

Não recomendamos a realização do teste com dexametasona.

Para maiores esclarecimentos, por gentileza, entre em contato conosco através do nosso WhatsApp (21) 98268-3704.

Placentite ascendente

Em éguas com placentite ascendente, a mais comum das placentites, muitas vezes encontramos diminuição dos níveis de estrógenos totais, níveis aumentados ou normais dos progestágenos e diminuição da relaxina (que não está disponível comercialmente).

As análises dos progestágenos e estrógenos totais são consideradas ótimos parâmetros laboratoriais para a avaliação da placentite ascendente. Por exemplo, nas éguas com 150 dias de gestação e estógenos totais > que 1.000 pg/ml, 80% delas chegarão ao parto, já as éguas que tiverem os valores de estrógenos totais < que 500 pg/ml, apenas 30% chegarão ao parto. Abaixo você pode encontrar uma tabela na qual são apresentados todos os valores de normalidade dos progestágenos e estrógenos totais durante a gestação e uma tabela com os valores de normalidade nos quinze dias que antecedem o parto.

• Ryan P., et al Pferdeheilkunde (1999)
• Douglas R.H., Theriogenology (2004)
• Shikichi M., et al Theriogenology (2017)
• Macpherson, M.L. & Malgorzata, A. P., The Practitioner (2020)
• Canisso I. F., et al Theriogenology (2020)

Síndrome Metabólica Equina (E.M.S.)

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolo E.M.S.

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o protocolo.

Exames realizados

• Insulina (2), T4 total, Glicose (2) e Triglicerídeos

• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 2 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para os exames Insulina e Triglicerídeos
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Insulina, T4 total e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para o exame Glicose

• As amostras para o exame de Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Síndrome Metabólica Equina (E.M.S.) + Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D.)

A síndrome metabólica equina (EMS) e a Disfunção da Pars Intermédia da Pituitária (PPID), são os dois principais distúrbios endócrinos que podemos encontrar no cavalo adulto. Como médicos veterinários, frequentemente temos dificuldades em avaliar e finalizar o diagnóstico em animais que apresentam essas duas condições.

A desregulação da insulina (ID) está sempre presente na EMS, enquanto que pode ou não estar presente na PPID. Esta ID indica uma interferência na correlação do balanço entre as concentrações plasmáticas da insulina, glicose e lipídeos, e se manifesta através de uma hiperinsulinemia basal, hiperinsulinemia em reposta ao carboidrato (ou ao teste de açucar oral (OST), ou por uma resistência a insulina tecidual (IR). É importante lembrar que também podemos encontrar ID transitória devido a doenças sistêmicas, estresse, gestação ou inanição.

Pesquisas recentes mostraram que animais com qualquer escore corporal, ou seja, magros, atléticos ou obesos podem apresentar ID. A EMS pode ocorrer em qualquer idade, e o animal pode apresentar acúmulo de gordura localizada ou generalizada. As consequências da ID podem ser diversas, como claudicações, laminites, dor lombar, desmite, baixa performance, problemas reprodutivos como uma menor qualidade dos oócitos, entre outras questões. Um grande problema associado à ID é a hiperinsulinemia associada a laminite (HAL). Atualmente, sabemos que 90% dos casos de laminite têm origem endócrina, sendo a ID um dos fatores mais importantes na patofisiologia da doença. Outro aspecto importante da ID é o potencial de consequências negativas para os potros nascidos de éguas com essa condição, como osteoartrite e osteocondrose.

O diagnóstico da EMS pode ser realizado através de exames laboratoriais, como o teste de açucar oral (OST), o qual é o mais utilizado, onde se avalia se o animal tem ID ou não, e o teste de tolerância a insulina (ITT), este com algumas contraindicações. O tratamento consiste em manejo nutricional e de exercícios físicos, e embora algumas drogas tenham sido utilizadas, não demonstram a eficácia e a duração da melhora dos sinais clínicos esperadas para controlar a ID, pois a resposta ao tratamento é individualizada. O acompanhamento dos níveis séricos de insulina durante o tratamento é de grande importância para a avaliação do mesmo, e assim poder determinar a continuidade ou mudança do tratamento.

A levotiroxina sódica tem sido utilizada para auxiliar na redução do peso, mas é importante destacar que durante o tratamento com levotiroxina sódica, os níveis séricos dos hormônios tireoidianos devem ser monitorados para manter os níveis fisiológicos dentro de valores aceitáveis e evitar possíveis problemas para o cavalo.

A PPID, anteriormente conhecida como “Síndrome de Cushings Equina”, é um distúrbio endócrino degenerativo progressivo, lento, dos neurônios dopaminérgicos do hipotálamo. Acredita-se que a PPID comece devido ao estresse oxidativo, levando a perda do controle inibitório dopaminérgico e resulta em hiperplasia e formação de microadenoma ou macroadenoma na pituitária, com consequentemente produção exacerbada de certos hormônios. O processo inflamatório envolvido na PPID é complexo e importante e deve ser considerado durante toda avaliação e tratamento. Apesar de ser considerada por alguns autores como a principal doença geriátrica dos equinos, a idade não deve ser o único critério para descartar a suspeita de PPID. Observamos casos em animais jovens e de meia idade com PPID, portanto, sugerimos não utilizar exclusivamente a idade para descartar a possibilidade de o animal ter PPID.

Animais com PPID podem ou não apresentar ID, e assim apresentar sinais clínicos semelhantes aos encontrados na EMS, ou seja, o animal pode, de fato, apresentar os dois distúrbios ao mesmo tempo. Muitos sinais clínicos têm sido relacionados a PPID, mas são necessários mais estudos para esclarecer e entender melhor todo o mecanismo fisiopatológico envolvido na PPID. Do ponto de vista prático, encontramos animais com diversos sinais clínicos que podem estar associados a PPID que não necessariamente estão citados na literatura. Estas são observações empíricas que obtivemos ao longo de mais de 28 anos de experiência com animais diagnosticados com PPID. Entre os sinais encontrados em animais com PPID estão a perda de massa muscular, infecção crônicas e secundárias, baixa performance, atraso na cicatrização, sudorese, letargia, poliúria, polidpsia, alterações de pele e pelo, hipertricose, dermatite, flacidez de tendões ou ligamentos, abdômen abaulado, pseudolactação, periodontite, úlcera de córnea recorrente, cios irregulares, folículos hemorrágicos, endometrite, baixa conversão na ICSI, reabsorção embrionária, aborto, entre outros. É importante ressaltar que um animal pode testar positivo para PPID apresentando apenas um ou alguns destes sinais clínicos. A PPID se desenvolve de uma forma lenta e progressiva, por isso muitas vezes não encontramos vários sinais clínicos ao mesmo tempo. Devido a literatura sempre colocar a hipertricose como um sinal clássico da PPID, um grande erro clínico é descartarmos os animais que não possuem hipertricose como negativos para PPID, considerando que, ao longo do tempo, a grande maioria deles apresentará outros sinais clínicos antes do surgimento da hipertricose clássica, como frequentemente descrito na literatura.

Quanto ao diagnóstico laboratorial, o teste de estimulação com o hormônio liberador de tireotrofina (TRH) para a dosagem do ACTH tem sido o teste de eleição, mas, por uma questão prática e de logística, tem-se utilizado o ACTH basal para diagnóstico ao invés do teste com TRH. A avaliação do ritmo circadiano do animal tem sido utilizada há mais de 25 anos, fornecendo mais um dado para a compreensão do quebra cabeça que é a PPID. Entretanto, é importante ressaltar que existem casos de resultados falsos positivos nesse tipo de avaliação. Os valores de normalidade do ACTH variam dependendo da época do ano, e até o momento, estão estabelecidos para o hemisfério norte, e ainda estamos aguardando os padrões para o hemisfério sul. Portanto apesar de não termos os valores de normalidade do ACTH para o Brasil, alguns pesquisadores acreditam que podemos fazer uma correlação nos níveis de ACTH em animais no Brasil durante a primavera, início do verão e inverno com os valores de referência do hemisfério norte. No final do verão e outono devemos ter muita cautela nesta correlação, lembrando sempre que os sinais clínicos são soberanos. Portanto, pode-se fazer uma correlação comparando os valores de ACTH em animais no Brasil com os valores do hemisfério norte dependendo da época do ano, associando aos sinais clínicos.

Vários trabalhos têm mostrado a interferência de vários fatores nas concentrações séricas do ACTH, mas apenas 18.6% destas publicações incluíram animais com PPID. Essa observação é muito importante, já que foi mostrado que os valores de ACTH após descongelamento das amostras de plasma eram diferentes entre animais com ou sem PPID, portanto todas as observações referentes a interferência nos valores de ACTH devem ser interpretadas com muita cautela. Precisamos de mais estudos sobre os possíveis fatores que afetam os valores de ACTH realizados em animais com PPID e comparados com animais sem PPID. O estresse, a época do ano, algumas raças, doenças, exercício e transporte são fatores que se não forem levados em consideração na avaliação, podem levar a resultados falsos positivos no diagnóstico da PPID. A administração de corticosteroides e o manuseio inadequado das amostras podem levar a um resultado falso negativo. Lembrando também que no início da PPID, muitas vezes o animal pode apresentar níveis de ACTH dentro da normalidade. Para obter um diagnóstico mais preciso, seria interessante que fosse inserido na anamnese a avaliação da “probabilidade pré-teste,” a qual pode ser classificada como baixa, moderada ou alta, além da “prevalência” calculada pelo valor previsível positivo (PPV) e valor previsível negativo (NPV). Ambas podem ser utilizadas como ferramentas p/ determinarmos se o animal é ou não positivo para PPID, e se o teste positivo é realmente positivo, assim como se o resultado negativo é realmente negativo.

É muito importante enfatizar que não existe cura para a PPID, mas os animais podem ser tratados com agonistas da dopamina para proporcionar bem-estar ao animal, melhorando os sinais clínicos e consequentemente obtendo melhores resultados na performance clínica e reprodutiva. Dois agonistas da dopamina podem ser utilizados no tratamento da PPID: o mesilato de pergolida ou a cabergolina. Ambas drogas têm sido utilizadas nos EUA há mais de 15 anos, com excelentes resultados. Os possíveis efeitos colaterais incluem sonolência e falta de apetite, que na maioria dos cavalos não é mais evidente depois de alguns dias após a administração. O pergolida é produzido por indústria farmacêutica regulada pelo Food and Drug Administration (FDA), órgão que regula medicamentos nos EUA. A cabergolina é manipulada em farmácia de manipulação que também deve seguir regulamentos do FDA e conselhos estaduais de farmácia. Vale lembrar que foram publicados trabalhos, incluindo um deles com apresentação no Congresso Anual da Associação Americana de Veterinários Equinos (AAEP), nos quais foram questionados a eficácia da manipulação do pergolida, no qual mostraram que este medicamento é sensível ao ar, humidade e sugerem proteção contra a luz. A formulação tem que ser refrigerada após 14 dias para manter a sua eficácia, e após 30 dias a formulação perde a sua eficácia, diferente do pergolida produzido pela indústria farmacêutica.

O tratamento com o pergolida envolve o uso de comprimido diário via oral, o qual possui meia vida de 12h. A cabergolina, que pode ser utilizada para equinos é de longa ação (LA), com uma meia vida de 97 horas, e a sua administração é a cada 14 dias via intramuscular. Vale lembrar que a cabergolina formulada para bovinos não pode ser utilizada em equinos. Existem relatos de excelentes resultados utilizando a medicina integrativa associada com o agonista da dopamina. Porém, precisamos de mais estudos nessa área que pode ser uma grande ferramenta coadjuvante no tratamento da PPID. Muitos fatores devem ser levados em consideração antes de fechar o diagnóstico da PPID, lembrando sempre que a avaliação clínica é essencial na decisão do tratamento mais adequado e que muitas vezes após começarmos o tratamento e ver os resultados fechamos o diagnóstico.

A avaliação clínica e laboratorial para a EMS e a PPID devem ser incluídas na avaliação de compra ou venda do animal, já que as consequências destes distúrbios podem levar a perdas econômicas significativas.

A PPID é um distúrbio endócrino extremamente complexo, e ainda há muito para ser compreendido sendo necessários muitos estudos para entender melhor todos os mecanismos que estão envolvidos nesta doença. Entretanto, como os sinais clínicos relacionados a PPID também podem estar relacionados a outras doenças, muitas vezes o diagnóstico definitivo só é fechado após o início do tratamento com a resposta positiva do animal ao agonista da dopamina.

Beatriz Bringel, MV, MSc

B.E.T. Laboratories- Lexington, KY- EUA & Rio de Janeiro, RJ- Brasil

B.E.T. Farmácia de Manipulação Veterinária, Niterói, RJ- Brasil

Yatta Boakari, MV, MSC, PhD, DACT

Department of Large Animal Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine &

Biomedical Sciences- Texas A&M University, College Station, TX- EUA

Referências

Barcelos, M.C.K. et al J. Equine Vet. Sci. (2016)

Davis, J.L. et al J. Am. Vet. Med. Assoc. (2009)

Douglas, R.H. J. Equine Vet. Sci. (2000)

Durham, A.E. et al J. Vet. In. Med. (2019)

Frank, N. et al J. Vet. Intern. Med. (2010)

Ginther, O.J. et al Biol. Of Reprod. (2004)

Ireland, J.L. et al The Vet. J. (2024)

Kirkwood, N.C. et al Vet. Sci. J. (2022)

Manfredi, J.M. et al JAVMA (2023)

McCullagh, S. et al Equine Vet. Educ. (2024)

Pazinato, M.F. et al Theriogenology (2017)

Rebekah, C.H. et al J. Equine Vet. Sci. (2013)

Sessions-Bresnahan, D.R. et al Biol. of Reprod. (2016)

Stanley, S.D. & Knych, H.D. AAEP Proceedings (2010)

Stewart, A.J. et al The Vet. J. (2023)

Valencia, N.A. et al J. Equine Vet Sci. (2014)

Vick, M.M. et al Reprod. Fert. Dev. (2006)

Texto extraído da Revista +Equina, Ano XIX, n.112, Março / Abril, 2024.

Protocolos E.M.S. + P.P.I.D. (ACTH e Ritmo Circadiano) - Sugestão do B.E.T. Labs

O intervalo entre os dois protocolos descritos abaixo deve ser de no mínimo 5 dias para evitar que o estresse dos procedimentos do primeiro protocolo altere os resultados do segundo protocolo.

1º PROTOCOLO: P.P.I.D. (Ritmo Circadiano)

Exames realizados

• Cortisol (2) e T4

Orientações

• Evitar ao máximo o estresse do animal antes e durante todo o protocolo.

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Cortisol e T4

2. Coletar a segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) 8 a 10 horas após a coleta da primeira amostra sanguínea para o exame Cortisol.

Separar o soro das amostras sanguíneas, identificar e congelar todos os frascos. Aguardar para enviar junto com as amostras do segundo protocolo.

2º PROTOCOLO (deve ser realizado no mínimo 5 dias após o 1º protocolo): P.P.I.D e E.M.S.

Exames realizados

• ACTH, Insulina (2), Glicose (2) e Triglicerídeos

Orientações

• O animal não pode estar sob condições de estresse antes e durante o protocolo.
• Animais de baia: administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

 Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea na manhã seguinte em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para os exames Insulina e Triglicerídeos
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Observação:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, e identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames Cortisol, T4 total, Insulina e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em até 48 horas.

• Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolos E.M.S. + P.P.I.D. (ACTH)

Exames realizados

• ACTH, Insulina (2), T4 total, Glicose (2) e Triglicerídeos.

Orientações

• Evitar ao máximo o estresse do animal durante todo o teste.
• Animais de baia: administrar feno até as 22:00h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame.
• Animais a pasto: manter no pasto para evitar o estresse da mudança no manejo. Caso receba feno, administrar feno até as 22:00h do dia anterior à coleta e manter sem o feno até o final do protocolo. Realizar jejum de concentrado durante todo o protocolo do exame. Por gentileza, informar na requisição caso o animal não tenha sido submetido ao jejum de verde.

Coleta das amostras sanguíneas

1. O animal deverá estar em jejum por período mínimo de 4 horas antes da coleta da primeira amostra sanguínea. Coletar a primeira amostra sanguínea no período da manhã em 3 tubos:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem o anticoagulante) para os exames Insulina, T4 total e Triglicerídeos.
• 1 tubo a vácuo de tampa roxa (com EDTA) para o exame ACTH.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.

Observações:

Separar o plasma do tubo a vácuo de tampa roxa por centrifugação em até 4 horas após a coleta  para a dosagem do ACTH.

2. Após a coleta da primeira amostra, administrar via oral, 15 ml de glucose de milho (ex: Karo®) para cada 100 kg de peso (ex: 75 ml para um animal de 500 kg).
3. Coletar a segunda amostra sanguínea em 2 tubos após 60 ou 90 minutos da administração da glucose:

• 1 tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante) para o exame Insulina.
• 1 tubo a vácuo de tampa cinza (com fluoreto de sódio) para o exame Glicose.

Separar o soro e o plasma das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos.

CUIDADOS COM A CONSERVAÇÃO E O ENVIO DAS AMOSTRAS:

Amostras para os exames T4 total, Insulina e Triglicerídeos

• As amostras podem ser enviadas refrigeradas ou congeladas.

Amostras para os exames ACTH e Glicose

• As amostras para os exames ACTH e Glicose devem ser enviadas congeladas ou refrigeradas a 4ºC. A maneira de conservação das amostras durante o transporte dependerá do período entre o envio e a chegada das amostras no laboratório:

1. Envio das amostras com gelo seco: Chegada das amostras no laboratório em período maior do que 48 horas.
2. Envio das amostras com gelo reutilizável: Chegada das amostras no laboratório em 48 horas.

– Sugerimos que a amostra para o exame ACTH seja enviada para o laboratório na segunda ou terça-feira e que não seja enviada na quinta ou sexta-feira.

Exames Glicose e Triglicerídeos

• Os exames Glicose e Triglicerídeos são terceirizados para o Laboratório Veterinário do Jockey Club Brasileiro.
• Os exames Glicose e Triglicerídeos também podem ser realizados no seu laboratório veterinário de patologia clínica de confiança.

Protocolo (Dexametasona)

Não recomendamos a realização do teste com dexametasona.

Para maiores esclarecimentos, por gentileza, entre em contato conosco através do nosso WhatsApp (21) 98268-3704.

Tireoide Equina

A glândula tireoide tem função importante no crescimento e maturação de órgãos, além de estimular o consumo de oxigênio, a síntese e o catabolismo de proteínas, controle do aumento da taxa metabólica, ajudar na regulação do metabolismo de lipídeos, dentre outras funções.

Apesar de comprovada a existência, o hipertireoidismo é considerado raro nos equinos.

O hipotireoidismo congênito (Bócio) ocorre em potros ao nascimento devido à deficiência ou ao excesso de iodo, ingestão de plantas goitrogênicas ou deficiência de selênio, todos relacionados à dieta da égua. Estes potros muitas vezes nascem fracos, com hipotermia, alopecia e anormalidades músculo esqueléticas, como contratura e ruptura de tendões e atraso no desenvolvimento ósseo.

Existe uma grande discussão sobre a ocorrência de hipotireoidismo no cavalo adulto, com apenas poucos trabalhos que confirmam a presença de hipotireoidismo. Os sinais clínicos que caracterizam o hipotireoidismo são: letargia, intolerância ao frio, ganho de peso, gordura localizada, infertilidade, anidrose, rabdomiólise, intolerância ao exercício e anormalidade da pelagem.

Pesquisadores concordam que muitos dos sinais clínicos do “hipotireoidismo” são semelhantes aos da Síndrome Metabólica Equina (E.M.S.) e da Disfunção da Pars Intermedia da Pituitária (P.P.I.D.) (previamente chamada de “Cushings”), portanto acreditam que a maioria dos casos suspeitos de hipotireoidismo no passado, na verdade eram casos de E.M.S. e P.P.I.D.

Para o diagnóstico laboratorial do hipotireoidismo equino ou avaliação da tireoide, e dentro do que está disponível no mercado para equinos, os testes sugeridos são T₄ total, T₄ livre por diálise e T₃ total. Gostaríamos de lembrar que não existe no mercado mundial um kit comercial para a dosagem do TSH equino. O kit comercial de TSH especifico para o canino e o kit humano não podem ser utilizados para os equinos.

Existem vários fatores que podem alterar os valores de T₄ total. Desta forma, não é caracterizado que o animal seja hipotireoideo, apesar do nível de T₄ total estar abaixo da normalidade. Exemplos destes fatores são tratamentos com fenilbutazona ou corticosteróide, dietas ricas em energia, proteína, zinco e cobre, deficiência de selênio, a qualidade do pasto (chuva, fertilizantes, idade e maturidade), confinamento, estresse, transporte, mudança de rotina etc.

Se desejar, entre em contato com o B.E.T. Laboratories para analisarmos o caso específico de cada animal e indicarmos os testes necessários para a avaliação da glândula tireoide.

• Breuhaus, B.A, 2011 – Disorders of the Equine Thyroid Gland, Vet. Clin. Equine 27 (2011), 115-118.

Avaliação da função da Tireoide Equina

Exames indicados:

T₄ total, T₄ livre por diálise e T₃ total

Avaliação de suplementação com levotiroxina sódica

Exame indicado:

T₄ total

Não administrar levotiroxina sódica na véspera da coleta da amostra sanguínea.

Tumor da Célula da Granulosa (G.C.T.)

O hormônio Anti-Mülleriano é utilizado no diagnóstico laboratorial do tumor da célula da granulosa (G.C.T.) por possuir uma excelente sensitividade. Infelizmente ainda não é possível a realização deste exame no Brasil, com isso continuamos a utilizar o teste clássico de estimulação com hCG.

Protocolo

Coleta das amostras sanguíneas

1. Coletar a primeira amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante). Os exames a serem realizados serão Progesterona, Estrógenos Totais e Testosterona.
2. Administrar de 6.000 a 10.000 UI de hCG via IM ou IV.
3. Coletar segunda amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante), 1 hora após a administração do hCG. Os exames a serem realizados serão Estrógenos Totais e Testosterona.
4. Coletar terceira amostra sanguínea em tubo a vácuo de tampa vermelha (sem anticoagulante), 2 horas após a administração do hCG. Os exames a serem realizados serão Estrógenos Totais e Testosterona.

Separar o soro das amostras sanguíneas, identificar todos os frascos e enviá-los refrigerados ou congelados ao laboratório.